Интернет-журнал "Домашняя лаборатория", 2008 №1 - Журнал «Домашняя лаборатория»

агрегатов различны, поэтому пути метаболизма у них также различаются.

3. Регулировать выход вторичных метаболитов можно также, изменяя химический состав окружающей среды.

Изменение состава среды для каллусной и суспензионной культуры сопровождается определенными физическим манипуляциями с клетками, что может привести к повреждению или загрязнению культур. Эти трудности можно преодолеть, используя циркуляцию больших объемов питательной среды вокруг физически неподвижных клеток, что позволяет осуществлять последовательные химические воздействия.

4. В некоторых случаях возникают проблемы с выделением идиолитов.

При использовании иммобилизованных клеток относительно легко осуществляется обработка их химическим веществами, индуцирующими высвобождение требуемых продуктов. Это также снижает ингибирование по типу обратной связи, которое ограничивает синтез веществ вследствие накопления их внутри клетки. Культивируемые клетки некоторых растений, например, Capsicum frutescens выделяют вторичные метаболиты в окружающую среду, а система иммобилизованных клеток позволяет отбирать продукты без повреждения культур. Таким образом, иммобилизация клеток способствует легкой изоляции идиолитов.

Системы культивирования иммобилизованных клеток

Существует 2 типа систем культивирования иммобилизованных клеток:

1. Система культуры с плоской основой, клетки выращиваются в горизонтально расположенном сосуде.

2. Система колоночной культуры, где клетки выращиваются в вертикальном сосуде.

В обеих системах жидкая среда циркулирует вокруг физически неподвижных клеток.

Система культуры с плоской основой (рис. 13)

Рис. 13. Система культуры с плоской основой

Питательная среда капает под действием силы тяжести из цилиндрического сосуда объемом 70 мл (1) в стеклянный сосуд для культивирования (3) объемом 350 мл, где находятся клетки (40–50 г сырой массы), посаженные на субстрат — подстилку из нетоксичной полипропиленовой ткани. Питательная среда проникает сквозь ткань под действием капиллярных сил, снабжая клетки. После этого использованная питательная среда откачивается из сосуда для культивирования с помощью перистальтического насоса (2) обратно в резервуар и используется повторно.

Исследования, проведенные с этой системой, показали, что клетки Solanum niger, культивируемые на плоской основе (среда Мурасиге-Скуга с добавлением 2,4-Д и кинетина) способны потреблять питательные вещества и быстро реагируют на недостаток ортофосфата. Увеличение сырой массы идет гораздо медленнее, чем в суспензионных культурах. Количество жизнеспособных клеток такое же и достигает 70–80 %. Количество алкалоидов через 7 суток культивирования достигает 12 мг/г сухой массы, в суспензии же через 18 дней культивирования оно составляет 10 мг/г сухой массы. В местах, где питательная среда капает прямо на клетки, через 3–4 дня культивируемая ткань становится темной и отличается от остальной, которая у S. niger окрашена в светло-бежевый цвет. Клетки в зонах капания часто бывают более компактны, содержат больше алкалоидов. Если клетки изолировать из зон капания и поместить в чашки Петри с агаром, содержание алкалоидов падает, при возвращении в прежние условия культивирования вновь аккумулируются высокие количества метаболитов.

Кроме того, в клетки вводились предшественники вторичных метаболитов. Отмечено, что синтез капсацина клетками Capsicum frutencens увеличивается в тысячи раз при добавлении в среду 5 мл изокаприновой кислоты. При этом капсацин не накапливается внутри клеток, а секретируется в питательную среду. Установлено, что клетки, иммобилизованные на плоской основе, способны потреблять питательные вещества из среды, в том числе и кислород, имеют низкую скорость роста, каллусоподобное расположение, способны к тесному межклеточному контакту. В целом, они имеют более высокий уровень синтеза вторичных метаболитов.

Несмотря на эти преимущества, промышленное культивирование имеет существенный недостаток: горизонтальная конструкция аппарата создает неудобства при работе и требует большой площади. Эти недостатки устраняются в другой системе. Система колоночной культуры (рис. 14)

Рис. 14. Система культуры в колонке

В такой системе возрастает число клеток, на которые капает среда, что увеличивает "зону капания", где происходит накопление больших количеств вторичных метаболитов.

Сосуд для культивирования из горизонтального превращается в вертикальный. В сосуде с питательной средой (1) 50 мл жидкой среды, которая под действием силы тяжести капает в вертикальную стеклянную колонку, содержащую иммобилизованные клетки (3). Среду собирают со дна колонки и вновь используют в цикле, перекачивая с помощью перистальтического насоса в резервуар со средой.

Как разместить клетки внутри колонки, чтобы капающая среда не спрессовала их в плотную массу на дне колонки? Закрепить в нейлоновую сеть, корзиночки, используя инертный, проницаемый и стабильный гель. Между корзиночками образуется воздушное пространство, сеточка структурирует гель, а клетки могут прорастать через корзиночки, контактируя друг с другом.

Подходящим материалом для размещения клеток оказались нейлоновые мочалки. Материал нетоксичен, легко режется, выдерживает автоклавирование. В качестве субстратов для погружения клеток используют агар и альгинат кальция.

Агар традиционно используется в работе с культурами клеток и тканей. 2 % (масса к объему) раствор агара в дистиллированной воде автоклавируют при 1 атмосфере в течение 20 минут и охлаждают на водяной бане до 35–40 °C. Клетки суспензионной культуры в стационарной фазе роста пропускают через сито с диаметром пор 1 мм и смешивают в пропорции 1:1 (V: V) с незастывшим агаром. Стерильные кусочки мочалки 2–3*1*1 см с помощью стерильного пинцета опускают в смесь клеток с агаром, а когда агар начинает застывать, помещают в стерильные колонки с внутренним диаметром 15*2,5 см. В каждую колонку помещают примерно 10 сеточек, таким образом, на колонку приходится 5–7 г сырой массы клеток.

Аналогично иммобилизуют клетки с использованием альгината кальция. В этом инертном субстрате, например, успешно были иммобилизованы А. Альферманном с сотрудниками клетки наперстянки шерстистой (Digitalis lanata). 2 % раствор альгината натрия автоклавируют, охлаждают до комнатной температуры, смешивают с клетками и переносят в стерильный раствор 0,05 М СаСl2 в дистиллированной воде на 10 минут, чтобы образовывающийся альгинат кальция затвердел внутри и вокруг кусочков мочалки, обволакивая клетки. Молекулы альгината поперечно сшиваются катионами кальция, при этом происходит его стабилизация. Затвердевший материал трижды промывают в стерильной дистиллированной воде и вносят в стеклянные колонки.

Как показали дальнейшие исследования, рост клеток в альгинате был лучшим, чем в агаре, что связано, вероятно, с негативным действием расплавленного агара, температура которого составляет около 40 °C, на клетки в процессе иммобилизации. Поэтому эксперименты по изменению условий окружающей среды проводились в колонках, где клетки Datura innoxia и Capsicum frutencens были иммобилизованы в альгинате кальция.

Скорость потребления ортофосфата, нитратов, аммония и сахарозы в клетках колоночной культуры ниже, чем в горизонтальной системе. Жизнеспособность клеток, по сравнению с суспензионными культурами, заметно не снижается (60–65 %), содержание алкалоидов через 8-10 суток составляет 12–13 мг/г сухой массы клеток, алкалоиды в питательную среду не выделяются, а pH среды после 8 суток культивирования снижается на 0,4 единицы, до 5,4. Определение скорости потребления кислорода показывает предположительную нехватку его на 4–8 сутки культивирования.

Культуры, освещаемые люминесцентными лампами, потребляют питательные вещества интенсивнее, рост клеток лучше также в освещенных культурах. В светокультуре повышается жизнеспособность клеток и содержание алкалоидов. Так как клетки